A COMPREHENSIVE EVALUATION OF BIOCOMPATIBILITY OF SCAFFOLDS AND DERMAL FIBROBLASTS OF HUMAN SKIN

Research article
DOI:
https://doi.org/10.23670/IRJ.2024.139.77
Issue: № 1 (139), 2024
Suggested:
25.11.2023
Accepted:
25.12.2023
Published:
24.01.2024
113
11
XML
PDF

Abstract

The article presents the results of studying the homeostasis of human skin cells in the in vitro model cultured on different scaffolds. A comprehensive analysis of biocompatibility indices of dermal fibroblast cell lines with scaffolds of different chemical composition and spatial organization – G-DERM, Cytodex 3, Transwell – is presented. It was noted that spindle shape and a greater number of outgrowths, high kinetics of culture growth, a large percentage of viable cells (more than 95%) are characteristic of fibroblasts growing on Transwell and G-DERM. At the same time, the cell line of fibroblasts seeded on G-DERM with higher mitotic activity (G2-M-period) with a greater number of CD90+ fibroblasts (mesenchymal marker 89%), the main pathway of death – apoptosis (Annexin V+/7-AAD- and Annexin V+/7-AAD+).

1. Введение

Более чем три десятилетия назад появились первые разработки двухслойного и биосовместимого дермального скаффолда на основе бычьего коллагенового матрикса, который успешно индуцировал синтез неодермы. Эта новая биоконструкция произвела настоящую революцию в современной ожоговой практике

. Методы тканевой инженерии (scaffold-technology), представляет собой хирургическую альтернативу в лечении различных патологий, включая ожоги, язвы, гигантские невусы и опухоли. Главной задачей которой является разработка универсального скаффолда с морфологическими и функциональными свойствами, оптимальными для адгезии, дифференцировки, пролиферации, формирования микроокружения, необходимого для жизнеспособности клеток кожи
. Разработка скаффолдов, различного химического состава, предназначенных для клеточных культур, должна учитывать химический состав компонентов внеклеточного матрикса кожи in vivo, а сам скаффолд должен быть механически стабильным, биосовместимым и биодеградируемым, имитируя ткане- и органоспецифическую микроархитектуру кожи
. Скаффолды как носители клеток также являются хорошей моделью для тестирования лекарств in vitro и исследований патогенеза заболеваний кожи, в том числе меланомы. Благодаря своей пористости каркасы облегчают транспорт кислорода, питательных веществ и продуктов метаболизма, способствуя высокому уровню пролиферации, миграции, цитокоммуникаций и межклеточных адгезий и адгезии клеток с компонентами скаффолда, создавая эквивалент по принципу гистоморфологического соответствия пространственного и функционального подобия кожи. Более того пространственная организация компонентов скаффолда влияет на экспрессию генов
,
.

Несмотря на значительный прогресс в фундаментальных и прикладных исследованиях в области клеточной и тканевой инженерии, нет единых критериев, которые бы отражали биосовместимость скаффодов с культивируемыми клеточными линиями, в том числе с клеточными линиями кожи

,
. Отсутствие единых критериев является одной из причин медленного прогресса в достижении клинических и коммерческих результатов, а также это связано с тем, что на рынке представлены скаффолды различной химической природы и пространственной 3D организации
.

В связи с этим цель исследования – предложить критерии биосовместимости дермальных фибробластов и скаффолдов различной химической природы и пространственной организации – G-DERM, Cytodex 3, Transwell.

2. Методы и принципы исследования

2.1. Культивирование

В качестве тест-системы была использована клеточная линия дермальных фибробластов кожи человека 3 пассажа. Первичная культура получена методом экспланта кожного лоскута размерами не более 1,0×5,0 см, иссеченного из области груди (область ареола). Культивирование проводили в стерильных чашках Петри (ТРР, Швейцария) и флаконах объемом 25 см2 (ТРР, Швейцария), в питательной среде RPMI-1640 (Панэко, Россия) с 10% сывороткой эмбрионов телят (HyClonе, США), гентамицином (Панэко, Россия) в условиях 5% СО2 при температуре +37°С. Оценку количества клеток проводили с помощью анализа исключения трипанового синего на автоматическом счетчике клеток (BioRad, США).

2.2. Используемые скаффолды

«Transwell» – мембраны из тетрафторэтилена (ПТФЭ) с коллагеновым покрытием, который используется в качестве вставки для культуральных планшетов. Толщина мембраны 10 мкм, диаметр 24 мм, диаметр пор 0,4 мкм.; «G-DERM» – биопластический материал из биополимера на основе гидроколлоида гиалуроновой кислоты и адгезивного пептидного комплекса; «Cytodex 3» - гранулы диаметром 300мкм, образованные путем химического связывания тонкого слоя денатурированного коллагена с поперечно-сшитым декстрановым матриксом сферической формы в гидрогеле. Экспериментальные группы в зависимости от скаффолда на который заселяли дермальные фибробласты условно обозначали CulCyt, CulTw и CulGD.

2.3. Оценка жизнеспособности клеток

Анализ роста, количества живых клеток и фотофиксацию проводили на флуоресцентном инвертированном микроскопе «Axio Vert. A1 FL» (Carl Zeiss, Германия) с цифровой цветной видеокамерой Axiocam 105 при увеличении ок10 х об20. Рассчитывали индекс пролиферации и пролиферативный потенциал.

2.4. Морфологический анализ

Для определения характера роста фибробластов, клетки выращивали на покровном стекле с адгезивным покрытием Polysine (Thermo Fisher Scientific, США), фиксировали 10% формалином, окрашивали гематоксилином Карацци и водно-спиртовым раствором эозина (Вiovitrum, Россия) согласно разработанному в НИЦ ФППББ оптимизированному протоколу, заключали в среду Immu-Mount (Thermo Fisher Scientific, США). Для морфологического анализа препараты оцифровывали на сканере «Pannoramic Deck» (3DHISTECH, Венгрия) с программным обеспечением Zeiss (Германия).

2.5. Проточная цитофлуориметрия

Анализ клеточного цикла методом проточной цитофлуориметрии проводили как описано ранее (Pozarowski, Darzynkiewicz, 2004). Объем клеток 5*105 в одном аналите предварительно фиксировали в 70% охлажденном этаноле. В работе использовали флуорохром ДНК пропидий йодид (PI) (50 мкг/мл), РНКазу (100 мкг/мл). Анализ и интерпретацию данных выполняли на мультилазерной (мультиплексной) диагностической системе проточной цитофлуориметрии CyFlowSpace (Partec, Германия) с сопряженным программным обеспечением FlowMax, при длине волны 536 нм. Для оценки доли клеток в соответствующих фазах клеточного цикла (G0/G1, S и G2/M) анализировали гистограммы частоты содержания ДНК в клетках.

Для анализа путей клеточной гибели использовали двойной флуресцентный краситель (FITS) к Annexin V и 7-AAD (BD Bioscientices, США). Живые клетки отрицательны по Annexin V-/7-AAD-, клетки на ранней стадии апоптоза проявляют одиночное флуоресценцирование положительное свечение – Annexin V+/7-AAD-, а клетки на поздней стадии апоптоза и клетки в состоянии некроза проявляют двойную положительную флуоресценцию – Annexin V+/7-AAD+, Annexin V- 7AAD+ – соответственно.

2.6. Статистические методы

При анализе, обработке и представлении данных использовалось программное обеспечение Prism 8.0.1 (Graphpad, США). Для каждой выборки было рассчитано среднее значение и стандартное отклонение. Различия величин тестируемых показателей в контрольной и экспериментальной группе оценивали с помощью попарной статистики, используя t-критерий Стьюдента. Различия считались достоверными при уровне значимости р<0,05.

3. Результаты и обсуждение

3.1. Морфофункциональная характеристика клеточной линии дермальных фибробластов перед заселением на скаффолды

На этапе выделения первичной клеточной культуры отмечаются популяции фибробластов разной степени дифференцировки - клетки среднего и крупного размера, веретеновидной и плащевидной формы с отростками I-го и II-го порядка. В слабо базофильной эктоплазме располагаются пересекающиеся нитевидные структуры и включения. Ядро овальной формы с чётким контуром, количество ядрышек от 2 до 4-х.

В контрольных образцах через 48 часов инкубации отмечена деконденсация хроматина, как морфологический критерий секреторной активности, активации обменных процессов с внеклеточным матриксом. Отростки фибробластов веретеновидной формы значительно длиннее по сравнению с таковыми у фибробластов округлой формы. На поверхности отдельных фибробластов присутствовали инвагинации, которые являются признаком экзо- или эндоцитозного транспорта. Межклеточное пространство заполнено умеренным количеством ВКМ (внеклеточного матрикса) с немногочисленными тонкими волокнами.

После формирования монослоя большинство фибробластов метаболически активны, веретеновидной формы, ориентированные параллельно или волнообразно вокруг центра колониеобразования. Подобная картина монослоя отражает различную степень организации и ориентации цитоскелета фибробластов, который обеспечивает динамическое изменение клетки в ответ на меняющееся микроокружение. В ходе анализа эффективности колониеобразования отмечено, что колонии, сформированные дермальными фибробластами, отличались друг от друга: рыхлые колонии состоят из разных по величине, разобщенных, хаотично ориентированных, полиморфных фибробластов с большим количеством отростков; плотные колонии – преобладает веретеновидная форма, клетки упорядоченно расположены, тесно прилежат друг к другу; смешанные колонии - из веретеновидных и полиморфных фибробластов.

3.2. Морфологическая характеристика клеточной линии дермальных фибробластов групп CulCyt, CulTw и CulGD

Фибробласты клеточной линии после заселения на скаффолды удлиненной формы, с распластанной цитоплазмой, плотно прилегающие к пластику культурального флакона (активные фибробласты). Все культуры сформировали монослой в равные сроки на - 7 сутки. Фибробласты экспериментальной группы CulCyt, в большей мере округлой формы, гладкой поверхности. Веретеновидную и полигональную форму, складчатую поверхность отмечали у фибробластов группы CulTw и CulGD.

3.3.Кинетики роста клеточной линии дермальных фибробластов групп CulCyt, CulTw, CulGD

В группах CulTw и CulGD формирование конфлюэнтного слоя клеток отмечено в течение 2 недель. В группе CulCyt рост клеточной линии неравномерный с появлением единичных фибробластов на 5 и 7 день культивирования. Полное заселение скаффолда наблюдалось с 13 по 21-е сутки культивирования (рис. 1А) с частичным прикреплением фибробластов к микроносителю (рис. 1Б), что определяет низкую скорость роста клеток на поверхности микросфер гидрогелевого скаффолда Cytodex 3.

Клеточная линия дермальных фибробластов группы CulCyt

Рисунок 1 - Клеточная линия дермальных фибробластов группы CulCyt

Примечание: А – световая микроскопия, увеличение ок. 10 х об. 20, Б – окраска гематоксилин-эозином, увеличение ок. 10 х об. 20

В группе CulTw дермальные фибробласты, с 2 по 15-й день культивирования формировали монослой, процент живых клеток составил 97%. Визуализация прикрепившихся на G-Derm клеток затруднена в связи с особенностями структуры матрицы (рис 2А,Б, В), процент живых клеток 95%.
 Клеточная линия дермальных фибробластов группы G-Derm

Рисунок 2 - Клеточная линия дермальных фибробластов группы G-Derm

Примечание: А – нативная культура. Световая микроскопия. Увеличение: - ок10 х об10, Б, В – окраска гематоксилин-эозином. Увеличение: - ок10 x об 20

3.4. Анализ клеточного цикла клеточной линии дермальных фибробластов в группе CulTw, CulGD 

Методом проточной цитофлуориметрии выявлены различия в распределении фибробластов по фазам клеточного цикла в зависимости от химико-физических свойств и пространственной организации структур скаффолдов. Так, в группе CulTw 27% фибробластов полиплоидны 2n4c (S-стадия), 27% в стадии митоза – G2-M-период, в стадии пролиферативного покоя 47% диплоидных клеток (2n2c) - G0-G1-стадия.

В группе CulGD 12% фибробластов полиплоидны 2n4c (S-стадия), 45% в стадии митоза – G2-M-период и 43% диплоидных клеток (2n2c) – G0-G1-стадия пролиферативного покоя (рис. 3).

 Показатели клеточного цикла клеточной линии дермальных фибробластов группы CulTw (А) и CulGD (Б)

Рисунок 3 - Показатели клеточного цикла клеточной линии дермальных фибробластов группы CulTw (А) и CulGD (Б)

Примечание: окраска пропидиум йодид (PI), проточная цитофлуориметрия

Ранее нами показано, что клеточная линия фибробластов, которая заселялась на поверхность скаффолдов, гомогенна по иммунофенотипу CD90+ (маркер мезенхимальных стромальных клеток). Так в группе CulTW CD90+ фибробласты составили 75,7%, в группе CulGD 88,7%
. Соответственно, клеточная линия представлена молодой гомогенной популяцией клеток фибробластического дифферона с высоким пролиферативным потенциалом для формирования адгезий с поверхностью скаффолдов.

3.5. Анализ путей гибели клеточной линии дермальных фибробластов в группе CulTw, CulGD

Методом проточной цитофлуориметрии выявлено, в экспериментальной группе CulTw 9% клеток проявляют признаки ранней стадии апоптоза (Annexin V+/7-AAD-), около 50% клеток на поздней стадии апоптоза (Annexin V+/7-AAD+), 20% клеток, которые погибают по пути клеточного некроза (Annexin V- 7AAD+) (рис. 4). В группе CulGD 1% клеток на ранней стадии апоптоза (Annexin V+/7-AAD-), 58% на поздней стадии апоптоза (Annexin V+/7-AAD+), и 5% клеток, погибают по пути клеточного некроза (Annexin V- 7AAD+).

Реализация ПКГ фибробластов

Рисунок 4 - Реализация ПКГ фибробластов

Примечание: Transwell (А) и G-derm (Б). Процентное значение показателей (В). Окраска 7AAD, Аннексин V

Известно, что важную роль при реализации программируемой клеточной гибели по пути апоптоза играет активность эффекторных каспаз в частности каспазы 3 и 7, детерминированные активностью генов. Этап раннего апоптоза регулируется работой каспазы-3, которая контролирует фрагментацию ДНК и апоптоз-морфологические изменения, определяет, совместно с каспазой-7, потерю жизнеспособности клетки, является ключевыми медиаторами нарушения митохондриального мембранного потенциала и высвобождения AIF. Итогом является коллапс ядра, который сначала проявляется в пикнозе ядра за счет активации трансглютаминазы, далее в упорядоченной фрагментации ДНК. Иерархическая структура хроматина отражается в поэтапности процесса фрагментации
. Финальная фаза апоптоза (блеббинг), собственно фаза гибели, или эффекторный этап длится от 15 минут до 1 часа и сопровождается специфическими морфологическими и биохимическими изменениями и образованием «апоптотических телец»
. В этот период в плазматической мембране нарушается асимметрия фосфолипидов – происходит экспозиция фосфатидилсерина, лизофосфолипида, витронектина, тромбоспондина, нуклеосом как продуктов фрагментации, что способствует узнаванию и фагоцитозу апоптических клеток органоспецифичными макрофагами
.

Классические причины, приводящие к некрозу клетки - гипертермия, ингибирование окислительного фосфорилирования, гликолиза или цикла Кребса, истощение НАД+ и АТФ, гипоксия, с активацией гена BNIP3, лизосомальных кальций-зависимых протеаз – кальпаин, катепсин, протеасомы в меньшей мере каспаз, нарушением целостности мембран, ионного гомеостаза

,
,
. В нашем эксперименте, по всей видимости, пусковыми механизмами являются процессы, связанные с дисфункцией митохондрий и нарушением ионного гомеостаза.

4. Заключение

Таким образом, результаты проведенного комплексного анализа по определению биосовместимости скаффолдов  Cytodex 3, Transwell, G-DERM которые отличаются химическим составом и пространственной организацией, с клеточной линией дермальных фибробластов выявил: веретеновидная форма и большее количество отростков, высокая кинетика роста культуры фибробластов, большой процент жизнеспособных клеток (более 95%) и бóльшее число фибробластов CD90+ (мезенхимный маркер) характерен для фибробластов растущих на Transwell и G-DERM. При этом клеточная линия фибробластов, заселенная на G-DERM с более высокой митотической активностью (G2-M-период), с бóльшим числом фибробластов CD90+ (мезенхимный маркер 89%), основной путь гибели – апоптоз (Annexin V+/7-AAD- и Annexin V+/7-AAD+).

Article metrics

Views:113
Downloads:11
Views
Total:
Views:113