1. Введение

Ящур представляет собой острую высококонтагиозную трансграничную вирусную болезнь домашних и диких парнокопытных, этиологическим агентом которой служит безоболочечный РНК-содержащий вирус рода Aphthovirus семейства Picornaviridae, отличающийся выраженным дермато- и эпителиотропизмом с формированием везикул на слизистых оболочках и коже [9]. Биологическая опасность возбудителя детерминирована существованием семи серотипов: O, A, C, Азия 1, SAT 1, SAT 2 и SAT 3 и множества антигенно-различающихся генотипов, что исключает кросс-протективный иммунитет и делает вакцинопрофилактику геноспецифичной, а также способностью индуцировать длительное персистентное вирусоносительство у жвачных с локализацией вируса в лимфоэпителиальных структурах глотки [1].

Экономический ущерб от ящура складывается из продолжительного снижения молочной продуктивности, абортов, падежа молодняка от вирусного миокардита, потери кондиций и полной выбраковки генетически ценных животных в ходе искореняющих мероприятий по принципу «стемпинг-аут» [8]. Регистрация ящура влечёт немедленную утрату страной или зоной международного статуса благополучия, полное эмбарго на экспорт живых животных и продукции животноводства, а также колоссальные косвенные издержки, что ставит возбудителя ящура в категорию первостепенных биологических угроз для глобальной продовольственной безопасности [1].

Вирус ящура серотипа SAT 1 исторически эндемичен для Африки к югу от Сахары. На основе филогенетического анализа генома VP1 выделяют 13 топотипов (I-XIII), при этом топотип I исторически ассоциирован с Восточной Африкой [11].

Географической точкой появления генотипа SAT 1/I принято считать регион Великих озёр и Восточно-Африканскую рифтовую долину, предположительно территории современных Уганды, западной Кении и Танзании [12]. Дивергенция серотипа SAT 1 произошла в изолированных популяциях буйволов, разделённых географическими барьерами, и топотип I отделился от предковой линии SAT 1 примерно в середине XX века [4].

До конца 1990-х годов топотип I циркулировал относительно локально, но затем началась серия событий, приведшая к его масштабному распространению. В 1997 году в Кении зафиксировали одну из первых крупных вспышек ящура генотипа SAT 1/I среди домашнего скота, что ознаменовало переход вируса из лесного и саванного цикла с участием буйволов в эпизоотический цикл, охватывающий сельскохозяйственных животных. В 1999–2000 годах крупные вспышки произошли в Кении и Танзании, и вирус впервые продемонстрировал способность к быстрому трансграничному перемещению [2].

В 2006 году в кенийском регионе Ньяза выделили изолят SAT 1/KEN/9/2006, который позже признали одной из ключевых референсных точек для топотипа I. В 2009 году вирус генотипа SAT 1/I проник в южные районы Танзании, вытесняя местные штаммы [8].

Критическим периодом, сформировавшим современный облик генотипа SAT 1/I, стала панзоотия 2011–2017 годов. В 2011 году вирус совершил переход из Восточной Африки в южную часть континента. Изоляты, выделенные в Малави (например, SAT 1/MAL/2/2011), были почти идентичны танзанийским штаммам, что указывало на трансграничный занос, вероятнее всего, с перемещением скота [5]. В 2012–2013 годах была зафиксирована вспышка в Восточной провинции Замбии, на границе с Малави, где вирус активно мутировал, закрепляя аминокислотные замены в антигенных сайтах белка VP1. Дальнейшее перемещение вируса указанного генотипа на юг продолжалось в 2014–2015 годах: вирус проник в Зимбабве и Ботсвану, и тогда топотип I продемонстрировал значительную антигенную изменчивость, сделав классические вакцинные штаммы серотипа SAT 1 (например, SAT 1/BOT/1/68 или SAT 1/ZIM/2/89) менее эффективными. В 2016 году вспышка в районе Касесе в Уганде показала, что, пока одни линии мигрировали на юг, другие продолжали циркулировать в данном регионе, накапливая уникальные мутации [12].

В Кении на протяжении 2017–2022 годов фиксировались множественные вспышки в округах Нарок, Каджиадо и Транс-Нзойа, а вирус продолжал активно циркулировать в зоне контакта дикой природы и домашнего скота, особенно в экосистемах Масаи-Мара и Серенгети. С 2018 по 2023 год отмечался рост числа случаев на границе Кении и Танзании среди домашнего скота. В Замбии и прилегающих районах в 2011–2015 годах вирус ящура данной генлинии вызывал эпизоотии менее взрывного, но персистирующего характера. С 2022 по 2024 год участились сообщения о выделении вируса ящура серотипа SAT 1 в Эфиопии [4], [6]. Ключевая проблема заключается в том, что многие изоляты генотипа SAT 1/I с 2017 года демонстрируют значительные антигенные отличия от классических вакцинных штаммов. В полевых условиях это выражалось в снижении протективности вакцин, содержащих устаревшие штаммы, что создало острую необходимость в обновлении производственных штаммов.

Появление и детальная характеристика изолята вируса ящура, выделенного в Кении в 2017 году и отнесённого к генотипу SAT 1/I, стали критически важным шагом. Штамм «SAT-1/I» занимает уникальное положение в филогенетической структуре генотипа. По результатам анализа VP1 он относится к сублинии, переходной между классическими восточноафриканскими штаммами 2009–2012 годов и современными изолятами, появившимися после 2020 года. При антигенной картографии с использованием панелей моноклональных антител и в перекрёстных реакциях нейтрализации штамм «SAT-1/I» продемонстрировал высокий уровень соответствия (r1 ≥ 0,3) с большинством полевых изолятов генотипа SAT 1/I, циркулировавших в Восточной и Южной Африке в период с 2016 по 2024 гг. В отличие от многих полевых изолятов, данный штамм сохранил ключевые вируснейтрализующие эпитопы в G-H петле белка VP1, но приобрёл уникальные замены в антигенном сайте 4, расположенном в С-концевой области VP1, что обеспечило ему более широкий спектр нейтрализации по сравнению с прежними вакцинными штаммами [1], [6].

Выбор штамма «SAT-1/I» в качестве производственного для ФГБУ «ВНИИЗЖ» (РФ, г. Владимир) для изготовления вакцин был продиктован глобальной эпизоотической ситуацией и строгими научными критериями.

Во-первых, в лабораторных условиях доказана высокая протективная активность вакцины против актуальных изолятов не только топотипа I, но и отдельных линий топотипа II, характерного для Западной и Центральной Африки, что делает штамм идеальным компонентом поливалентных вакцин, предназначенных, в том числе, для экспорта в регионы Ближнего Востока и Юго-Восточной Азии, куда проникают изоляты данного генотипа [7].

Во-вторых, штамм «SAT-1/I» технологичен, поскольку обладает репродуктивными свойствами, позволяющими достигать высоких титров инфекционной активности (7,5–8,5 lg ТЦД50/см3) в суспензионной культуре клеток почки новорожденного сирийского хомячка ВНК-21/SUSP/ARRIAH, что экономически оправдано для масштабного производства.

В-третьих, по данным ВОЗЖ, значение показателя антигенного соответствия r1 для данного штамма против пула восточноафриканских полевых изолятов является одним из самых высоких среди доступных коммерческих вакцинных штаммов серотипа SAT 1.

В настоящее время штамм SAT-1/I служит основой для моно- и поливалентных вакцин производства ФГБУ «ВНИИЗЖ», позволяя формировать устойчивый популяционный иммунитет в буферных зонах и при экстренных вакцинациях в странах Азии, Африки и Ближнего Востока.

При возникновении эпизоотического очага реализуется комплекс жёстких противоэпизоотических мер, направленных на элиминацию инфекции и включающих тотальную депопуляцию инфицированных особей, широкомасштабную дезинфекцию сопредельных с очагом территорий, а также экстренную кольцевую иммунизацию восприимчивого поголовья, находящегося в буферных зонах. Ключевым элементом указанной стратегии служит оперативное производство и применение инактивированной эмульсионной вакцины, способной индуцировать протективный иммунный ответ уже к 7-м суткам поствакцинального периода. Активный компонент такого препарата должен быть представлен антигеном вируса ящура, гомологичным по генотипической принадлежности изоляту, вызвавшему данную вспышку [2], [3], [8]. Наряду с этим, вакцинный препарат обязан быть безвредным, с высокой иммуногенной активностью и гарантированно обеспечивать сероконверсию с появлением вируснейтрализующих антител (ВНА) на 7-е сутки после введения [1], [10].

Сокращение поствакцинального периода до 7 суток с формированием защиты против ящура достигается сочетанием заведомо высоким содержанием 146S компонента в дозе и направленной стимуляции иммунитета. Инактивированные 146S частицы экспонируют конформационно-зависимые вируснейтрализующие сайты, преимущественно локализованные в области G-H-петли белка VP1. Высокая концентрация полных вирионов обеспечивает плотное перекрестное связывание мембранных иммуноглобулинов В-лимфоцитов. Со стороны адъюванта, помимо создания инъекционного депо, необходимо воздействие на сигнальные каскады врожденного звена, укорачивающее латентный период адаптивной реакции [8]. Водно-масляная эмульсия формирует временное депо, из которого антиген поступает в лимфатический узел как путем прямого высвобождения, так и в составе мигрирующих дендритных клеток и макрофагов. Данный процесс поддерживает непрерывную антигенную стимуляцию В-лимфоцитов на этапе ранней плазмобластической дифференцировки [1]. Включение в состав агонистов толл-подобных рецепторов (TLR9, TLR7/8) запускает секрецию интерферонов α/β, которые непосредственно инструктируют дифференцировку В-клеток в плазмобласты, инициируя ранний синтез нейтрализующих иммуноглобулинов. Благодаря такому синергизму титр ВНА достигает защитного порогового уровня уже к 7 суткам после инокуляции [3].

Цель исследования заключалась в разработке вакцины инактивированной эмульсионной против ящура генотипа SAT 1/I для создания протективного иммунитета на 7-е сутки поствакцинального периода.

2. Методы и принципы исследования

Вирус ящура. В работе использовали вакцинный штамм «SAT-1/I» культурального вирус ящура (генотип SAT 1/I), репродукцию которого проводили в перевиваемой суспензионной клеточной линии ВНК-21/SUSP/ARRIAH. Инактивацию вируса осуществляли с помощью димера этиленимина («Биохимресурс», Россия) с конечной концентрацией 0,045% в течение 12 ч [2]. Очистку антигена обеспечивали с применением полигексаметиленгуанидина (ПГМГ) в конечной концентрации 0,010%.

Масляный адъювант. Для изготовления экспериментальных вакцин применяли масляный адъювант Montanide ISA-61 VG (Seppic, Франция) для получения простой эмульсии типа «вода в масле».

Вакцина. Для проведения исследований было изготовлено три экспериментальных образца инактивированной эмульсионной вакцины против ящура генотипа SAT-1/I. Прививные дозы (2,0 см³) данных образцов содержали инактивированный, очищенный и концентрированный антиген вируса ящура штамма «SAT-1/I» в трех различных концентрациях: 18, 20 и 22 мкг, соответственно.

Животные. В эксперименте использовали 34 головы голштино-фризского скота массой 250–350 кг. Для трех экспериментальных вакцин сформировали равные группы по 5 животных и иммунизировали их внутримышечно в дозе 2 см³. Вакцину, содержащую 20 мкг 146S компонента в дозе, дополнительно ввели 5 головам в цельном виде, другим 5 головам — в разведении 1/4, еще 5 головам — в разведении 1/16 и 2 головы оставили в качестве отрицательного контроля.

Контрольное заражение. Контрольное заражение выполняли на 7-е сутки афтозным вирусом ящура штамма «SAT-1/I». Инокулят вводили интрадермолингвально в объёме 0,1 + 0,1 см³, инфицирующая доза составляла 10⁴ ИД₅₀. За всеми подопытными животными в последующие 7 дней вели клиническое наблюдение. Иммуногенную активность вакцины (показатель ИмД₅₀) вычисляли с использованием метода Кербера. По истечении 7 суток после заражения животных подвергали патологоанатомическому исследованию. Основным критерием иммуногенности вакцины служила полная защита привитых животных от генерализованной формы болезни при обязательном развитии типичной клинической картины с поражением конечностей у всех не вакцинированных особей контрольной группы.

Определение концентрации 146S компонента вируса ящура проводили с помощью количественного варианта реакции связывания комплемента по стандартной методике.

Реакция нейтрализации в микроварианте (РМН). Титры ВНА в сыворотках крови определяли в РМН в монослое перевиваемой культуры клеток почки свиньи IB-RS-2, применяя методику, изложенную в Руководстве ВОЗЖ [9].

Определение антител к неструктурным белкам вируса ящура осуществляли в формате блокирующего (конкурентного) варианта иммуноферментного твердофазного анализа с применением диагностического набора «Prio CHECK®FMDV NSP ELISA» (компания Prionics Lelystad B.V., Нидерланды). Тестирование выполняли согласно действующим рекомендациям Всемирной организации по охране здоровья животных (ВОЗЖ, OIE) [9].

Статистическая обработка данных. Для статистического анализа титра инфекционной активности и уровня ВНА использовали параметрический t-критерий Стьюдента. Выбор конкретной разновидности критерия обусловлен структурой выборок: зависимые сопряженные пары обрабатывались парным тестом, несвязанные совокупности тестом для независимых данных.

3. Основные результаты

На первом этапе исследований проводили получение антигена вируса ящура штамма «SAT-1/I» для изготовления вакцины эмульсионной. Осуществляли наработку биомассы вируса ящура штамма «SAT-1/I» для получения трех опытных образцов эмульсионных вакцинных препаратов. Ключевым этапом работы стала адаптация полевого изолята к монослойной перевиваемой клеточной линии почечного эпителия сибирского горного козерога (ПСГК-30). Для заражения применяли 10% афтозную суспензию, выделенную из патологического материала (везикулы КРС, пассаж II), с исходным показателем инфекционной активности на уровне 5,00 lg ИД50/0,1 см3. Цикл репродукции возбудителя характеризовался выраженным цитопатическим эффектом деструкция клеточного пласта достигала 90-100% по истечении 18 часов инкубации. В динамике шести последовательных пассажей зафиксировано устойчивое увеличение к повышению титра инфекционной активности: его значения прогрессивно возрастали с 6,17±0,14 до 7,08±0,14 lg ТЦД50/см3. Статистический анализ (n=5, t(4)=7,96; p<0,01) подтверждал высокую значимость различий и надежность полученных данных. Пик репликативной активности вируса пришелся именно на финальный, 6-й пассаж. Параллельно с ростом инфекционной активности наблюдалась положительная динамика накопления 146S компонента: его концентрация увеличивалась в ходе пассажей и к контрольной точке достигла 0,85±0,02 мкг/см3 (n=5, p<0,01), что свидетельствовало об эффективности проведенной адаптации.

Следующий блок исследований был посвящен масштабированию процесса репродукции вируса ящура штамма «SAT-1/I» в суспензионной культуре клеток ВНК-21/SUSP/ARRIAH. В ходе анализа физико-химических параметров выявлено, что наибольшая продуктивность достигалась при концентрации клеток 4,5±0,1 млн кл./см³, инкубационной температуре 37,0±0,1 °C и минимальной множественности заражения 0,001 ТЦД₅₀/кл. При соблюдении данных критериев содержание 146S компонента составило 1,48±0,01 мкг/см³, а титр инфекционной активности – 7,83±0,14 lg ТЦД₅₀/см³. Статистическая значимость результатов подтверждена (n=5, p<0,01).

По завершении цикла репродукции вируса осуществляли процедуру инактивации вируса с последующей очисткой целевого антигена. По итогам указанных технологических операций уровень содержания 146S компонента достигал 1,46±0,01 мкг/см³ (n=5, p<0,01), что соответствовало 72% массовой доли от суммарного пула вирусспецифического белка.

Подготовленную партию антигенного препарата расфасовывали на три аликвоты, каждая из которых подвергалась этапу концентрирования методом тангенциальной поточной фильтрации в 15,4, 17,1 и 18,8 раз, соответственно. В финальных концентратах содержание фракции 146S частиц составило 22,5; 25,0 и 27,5 мкг/см³ (n=5, p<0,01), соответственно. Полученные препаративные формы антигена послужили основой для конструирования трёх экспериментальных образцов эмульсионной вакцины против ящура генотипа SAT-1/I.

Сводные данные, отражающие ключевые параметры технологического процесса получения антигена вируса ящура штамма «SAT-1/I» при изготовлении указанных экспериментальных образцов, систематизированы в таблице 1.

Из трёх концентратов антигена вируса ящура штамма «SAT-1/I» методом эмульгирования с масляным адъювантом Montanide™ ISA‑61 VG изготовили три опытные образца вакцины.

Необходимо было экспериментальное установление такой концентрации 146S частиц в расчёте на стандартную дозу (2,0 см³), которая обеспечивала бы индукцию ВНА с защитным уровнем против гомологичного штамма вируса ящура уже на 7-е сутки поствакцинального периода. С этой целью в трёх образцах (№ 1, № 2 и № 3) количество 146S компонента составляло 18, 20 и 22 мкг на дозу, соответственно.

Каждый вакцинный образец в цельном, неразведённом виде вводили внутримышечно пяти головам КРС. На 7-е сутки после однократной иммунизации отбирали пробы крови и исследовали сыворотки в РМН. Итоговые данные, отражающие зависимость уровня специфического гуморального ответа от количества 146S компонента, обобщены на рисунке 1.

Анализ представленных на рисунке 1 результатов исследования вирусонейтрализующей активности сывороток крови КРС свидетельствовал о выраженной дозозависимой иммуногенности экспериментальных образцов эмульсионной вакцины против ящура генотипа SAT-1/I. Исходный уровень специфических антител у всех животных (n=15) во всех группах составил <0,3 lg SN50.

На 7-е сутки после однократного введения препаратов зафиксирован достоверный (p<0,01) сероконверсионный сдвиг во всех опытных группах, при этом средние геометрические титры ВНА составили 1,440±0,082 lg SN50 для вакцины №1 с содержанием 146S антигена 18 мкг/доза, 1,665±0,098 lg SN50 для вакцины №2 (20 мкг/доза) и 1,815±0,082 lg SN50 для вакцины №3 (22 мкг/доза). Статистическая обработка с использованием параметрического критерия Стьюдента для независимых выборок выявила высокозначимые различия между группами: при сравнении вакцин №1 и №2 t=3,41 при df=8, что соответствует p<0,01; между №2 и №3 t=2,89 (p<0,05), а между крайними вариантами (№1 и №3) t=6,21 (p<0,001). Такая градиентная зависимость указывала на то, что увеличение концентрации 146S частиц в диапазоне 18–22 мкг в дозе линейно стимулировало нарастание титра вирусонейтрализующих иммуноглобулинов, причем коэффициент корреляции Пирсона между дозой антигена и средним титром ВНА составляет r=0,98, что подтверждает практически полную прямую связь.

Важно отметить, что критерием эффективности для экстренной вакцинации против ящура является уровень ВНА ≥1,5 lg SN50. Исходя из этого, вакцина №1 с титром 1,440±0,082 lg SN50 не достигала порогового значения, тогда как обе вакцины с более высокой антигенной нагрузкой №2 (1,665±0,098 lg SN50) и №3 (1,815±0,082 lg SN50) уверенно превышали данный порог.

146S компонент, представляющий собой целый вирион с нативной конформацией капсидных белков, является основным индуктором ВНА, и его концентрация в эмульсионной вакцине лимитирует скорость и интенсивность поствакцинального гуморального ответа за счет количества представляемых Т-зависимых эпитопов и эффективности захвата антигенпрезентирующими клетками. При этом наблюдаемая гетерогенность индивидуальных титров внутри групп, выраженная в стандартных отклонениях (от 0,082 до 0,098 lg SN50), отражали естественные различия особей в иммунореактивности, однако малая величина ошибки средней свидетельствовал о хорошей воспроизводимости иммунного ответа в пределах каждой группы. Таким образом, на основании проведенного исследования можно заключить, что минимальная эффективная доза 146S антигена для обеспечения защитного уровня ВНА (≥1,5 lg SN50) к 7-м суткам после иммунизации КРС против ящура SAT-1/I в условиях эксперимента составляла 20 мкг на дозу, при этом дальнейшее увеличение до 22 мкг обеспечивало статистически значимое, хотя и менее выраженное, преимущество в среднем титре, что могло быть клинически значимо в условиях высокой вирусной нагрузки или при необходимости более длительной циркуляции антител.

Вакцина с содержанием 146S частиц 18 мкг в дозе не обеспечивала требуемого уровня защиты в ранние сроки после иммунизации. Полученные результаты однозначно демонстрировали критическую зависимость «доза-эффект» в системе индукции гуморального иммунитета и служили основой для выбора оптимальной антигенной нагрузки при изготовлении эмульсионных вакцин против ящура для создания протективного иммунитета на 7-е сутки поствакцинального периода.

На следующем этапе исследования применяли эмульсионную вакцину с содержанием 146S компонента, равным 20 мкг в дозе. Из полученного опытного образца был приготовлен ряд разведений для КРС с 4-ти кратным шагом (цельная, 1/4, 1/16). В качестве контроля вируса оставили 2 головы без вакцинации.

В рамках исследования экспериментального образца вакцины проводили определение двух ключевых показателей биологической безопасности отсутствия вирулентности и реактогенности (безвредности) для целевого вида животных при введении тройной дозы препарата двум головам КРС. По результатам испытания установлено, что на протяжении 14-суточного поствакцинального наблюдения все иммунизированные особи сохраняли клиническое благополучие, а при последующем патологоанатомическом исследовании не выявлено каких-либо макро- или микроскопических изменений, патогномоничных для ящура. Совокупность приведённых данных убедительно подтверждала, что разработанный препарат являлся авирулентным.

В ходе определения безвредности была зафиксирована временная гипертермическая реакция: у привитых животных температура тела повышалась до 41,8 °C и удерживалась на этом уровне в течение 1–2 суток после введения вакцины, после чего постепенно возвращалась к физиологической норме и в остальной период мониторинга стабильно колебалась в пределах 38,9–38,3 °C, что свидетельствовало об отсутствии выраженного пирогенного эффекта и удовлетворительной переносимости препарата.

С целью выявления специфического гуморального ответа к неструктурным полипептидам возбудителя ящура проводили серологический скрининг сывороточных проб, взятых у КРС до проведения вакцинации и на 14-е сутки после иммунизации. По итогам исследований все анализируемые сыворотки крови характеризовались уровнем ингибиции менее 50%, что интерпретировалось как отсутствие в них антител, специфичных к неструктурным белкам вируса ящура.

На следующем этапе работы проводили определение иммуногенных свойств вакцины. На 0 и 7 сутки после введения экспериментального образца у КРС отбирали кровь и проводили исследование полученных сывороток крови в реакции нейтрализации (таблица 2).

На 0 сутки сыворотки крови КРС не содержали антител против вируса ящура штамма «SAT-1/I».

Представленные в таблице 2 экспериментальные данные, полученные при определении иммуногенности эмульсионной инактивированной вакцины против ящура генотипа SAT-1/I, содержащей 20 мкг 146S компонента в иммунизирующей дозе, демонстрировали дозозависимую корреляцию между концентрацией вводимого антигена и напряженностью поствакцинального гуморального иммунитета у КРС на 7-е сутки после однократной иммунизации, что соответствовало фазе первичного иммунного ответа и позволяло объективно оценить раннюю сероконверсию.

В группе животных, получивших вакцину без разведения (20 мкг), средний геометрический титр ВНА в РН составлял 1,665±0,098 lg SN50. T-критерий Стьюдента был равен 1,68 (n=5, p<0,05), различия статистически значимы и выше. Все пять животных данной группы демонстрировали полную защиту к контрольному заражению гомологичным штаммом (5/5 защищены), что подтверждало высокую протективную эффективность вакцины.

При разведении вакцины 1:4 (содержание 146S компонента 5 мкг) наблюдалось снижение среднего титра ВНА до 1,455±0,067 lg SN50. Сравнение с группой «без разведения» выявило статистически значимое различие (t=2,89; p<0,05; df=8), свидетельствующее о дозозависимом характере иммунного ответа на раннем этапе. Несмотря на субпротективный средний титр антител, все животные в данной группе (5/5) также остались здоровыми, что указывало на наличие не только гуморального, но и клеточно-опосредованного иммунитета.

Критический сдвиг произошел в группе с разведением 1:16 (содержание 146S – 1,25 мкг), где средний титр ВНА снижался до 0,945±0,173 lg SN50, что более чем в 1,5 раза ниже защитного порога. При сравнении с группой «разведение ¼» различия достоверны (t=5,12; p<0,01; df=8). В этой группе 2 из 5 животных (40%) остались здоровыми после контрольного заражения, тогда как у трех животных (№11, 12 и №14 с титрами ВНА 0,825 lg SN50) развивалась типичная клиническая картина ящура, при этом важно подчеркнуть, что животные с титром антител ≥1,050 lg SN50 (№13 и №15) оказались защищены. Следует также отметить, что выявлена высокая положительная корреляция между дозой антигена и уровнем ВНА на 7-е сутки (r=0,89).

Рассчитанное по методу Кербера количество протективных доз (ПД50) составило 13,93 в прививном объеме. Таким образом, эмульсионная вакцина против ящура генотипа SAT-1/I с содержанием 146S компонента 20 мкг в дозе демонстрировала высокую иммуногенность в условиях эксперимента, обеспечивая защиту КРС при введении препарата в цельном виде.

4. Заключение

Разработана вакцина инактивированная эмульсионная против ящура генотипа SAT 1/I для создания протективного иммунитета на 7-е сутки поствакцинального периода на основе эпизоотологически актуального штамма «SAT-1/I».

Доказано, что технология культивирования в суспензионной линии ВНК-21/SUSP/ARRIAH позволяла достичь значение титра инфекционной активности 7,83 lg ТЦД₅₀/см³ и концентрации 146S компонента 1,48 мкг/см³, подтверждая промышленную масштабируемость процесса, а экспериментально установленная минимальная эффективная доза 146S антигена, равная 20 мкг в иммунизирующей дозе, индуцировала выработку ВНА с защитным уровнем (≥1,5 lg SN50) к 7-м суткам после однократной вакцинации.

Выявлено, что при данной антигенной нагрузке все иммунизированные животные (5/5) были полностью защищены от контрольного заражения гомологичным вирулентным штаммом в дозе 10⁴ ИД₅₀, что подтверждало высокую протективную активность препарата. Снижение содержания 146S компонента до 5 мкг/доза (разведение 1/4) приводило к уменьшению среднего титра ВНА (1,455 lg SN50) с 100%-ной защитой, а при 1,25 мкг/доза (разведение 1/16) защита составляла 40% (2/5).

Количество протективных доз (ПД₅₀) составило 13,93, что свидетельствовало о высокой эффективности вакцины даже при значительных разведениях, а безвредность препарата подтверждена отсутствием клинических и патологоанатомических признаков ящура при введении тройной дозы, транзиторной гипертермией (разрешается за 1–2 суток) и отрицательными результатами ИФА на антитела к неструктурным белкам.

Разработанная вакцина рекомендуется для экстренной кольцевой иммунизации в угрожаемых зонах и профилактической вакцинации в эндемичных по ящуру генотипа SAT-1/I регионах, обеспечивая формирование протективного иммунитета в критический 7-суточный период.

The additional file for this article can be found as follows: